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Sono fortemente convinto che il microbiota intestinale, con le sue connessioni con cervello (gut-brain axis), fegato (gut- liver axis) e sistema immunitario in generale, sia uno degli argomenti più interessanti e stupefacenti della ricerca scientifica attuale.

Il microbiota intestinale, insieme all’epigenetica, sono gli argomenti sui quali si concentrerà maggiormente la ricerca scientifica nei prossimi decenni, poiché conoscendo, studiando e agendo su questi, sarà possibile curare molte patologie e migliorare la qualità della vita di tutti noi.

 

Cosa è il microbiota intestinale?

Il microbiota intestinale adulto umano contiene trilioni di microrganismi appartenenti a migliaia di specie diverse ed è riconosciuto per avere un ruolo fondamentale nella salute generale e nella malattia dell’ospite [1].

Il normale microbiota intestinale umano comprende due principali phyla, ovvero i Bacteroidetes e Firmicutes, e i phyla meno presenti, come Actinobacteria e Verrucomicrobia [2].

Questi microrganismi abitano l’intestino umano e formano una complessa comunità che interagisce tra loro e con l’ospite.

Numerosi fattori ambientali modellano il microbiota intestinale e, anche se un ruolo dominante è svolto dalla dieta e la ricerca scientifica mostra che l’esercizio fisico sta emergendo come un importante modulatore [3,4].

La composizione dietetica influenza la composizione del microbiota intestinale: diete con una bassa quantità di fibre e ricche di carboidrati raffinati e grassi causano una riduzione della diversità della comunità con alterazioni nella struttura e nell’attività dei microrganismi [5–7].

Oltre alla dieta, l’esercizio fisico è considerato uno dei principali fattori ambientali che possono influenzare la composizione del microbiota intestinale negli animali e nell’uomo [3,8,9].

Il microbiota agisce come un organo endocrino e i cambiamenti nel suo stato indotti dall’esercizio fisico sono stati correlati con modifiche nella fisiologia, nel metabolismo, nell’immunità e nel comportamento dell’ospite [10-12].

Gli effetti dell’esercizio sui microrganismi microbici intestinali dipendono dalla sua intensità e dalla sua durata, nonché dalle caratteristiche anamnestiche del soggetto. Il microbiota può anche influenzare la massa muscolare, come riportato da Ticinesi et al. [13].

I modelli di ratto sarcopenico, infatti, evidenziano una riduzione di numerosi taxa con effetti antinfiammatori e pro-anabolizzanti nel microbiota intestinale [14].

Per compensare il loro aumentato consumo di energia e massimizzare il loro adattamento ai carichi fisici, gli atleti devono adottare adeguate abitudini alimentari, che includono il possibile utilizzo di una vasta gamma di integratori alimentari sportivi. Questi integratori potrebbero anche esercitare effetti specifici sulla composizione, sul metabolismo e sulla funzionalità del microbiota, rappresentando così una ulteriore variabile, ancora sottovalutata.

 

Quali sono le funzioni del microbiota intestinale?

Metabolomica, metagenomica, trascrittomica, proteomica e glicomica hanno contribuito in modo significativo a chiarire la composizione del microbioma intestinale (ormai quasi completamente nota) e la sua associazione con la salute umana [15].

Negli ultimi anni gli scienziati hanno lavorato duramente per determinare la struttura di base e la funzione dei microbiomi, producendo un elenco completo di specie e geni correlati.

Tuttavia, stanno ancora emergendo diversità a livello di sottospecie e di ceppi, e diversi geni microbici rimangono funzionalmente non caratterizzati [8].

I principali phyla inclusi nel microbioma umano sono Firmicutes e Bacteroidetes, ma sono presenti anche numerosi phyla minori (ovvero Actinobacteria, Verrucomicrobia e Proteobacteria) che mostrano un’elevata attività metabolica [16,17].

Bacteroides, Bifidobacterium, Streptococcus, Enterobacteriaceae, Enterococcus, Clostridium, Lactobacillus e Ruminococcus sono i microrganismi luminali predominanti, mentre Clostridium, Lactobacillus, Enterococcus e Akkermansia sono i principali tipi presenti nella mucosa e nel muco.

Il microbiota intestinale partecipa attivamente al mantenimento di un buono stato di salute poiché è coinvolto nel metabolismo dei nutrienti e dei farmaci, nella funzione di barriera intestinale e nella protezione dalla colonizzazione di agenti patogeni. Il microbiota, inoltre, è strettamente interconnesso con il sistema immunitario, partecipa alla rete di segnalazione cellulare ed è coinvolto nelle funzioni di barriera e nel mantenimento della sua omeostasi [18].

Alcune caratteristiche sono state associate al microbiota intestinale sano, tra queste, il rapporto Firmicutes: Bacteroidetes è stato ampiamente discusso. Il rapporto Firmicutes: Bacteroidetes subisce un aumento dalla nascita all’età adulta e viene ulteriormente modificato con l’età avanzata [19].

Ley et al. [20] hanno riportato una percentuale relativa più alta di Bacteroidetes nelle persone magre, rispetto a quelle obese e hanno riscontrato che un aumento di questo phyla è associato alla perdita di peso, suggerendo che l’insorgenza dell’obesità, potrebbe avere anche una componente microbica.

Altri autori non hanno riscontrato cambiamenti significativi nella perdita di peso associabili alla proporzione di Bacteroidets nel microbiota di soggetti obesi. Tuttavia, hanno evidenziato una riduzione nella proporzione di Firmicutes, responsabili della produzione di butirrato [21].

Non è stata evidenziata alcuna associazione tra BMI, Firmicutes e rapporto di Bacterioidetes o composizione tassonomica negli adulti [22], mentre Sze et al. [23] ha rilevato solo un’associazione debole tra comunità microbiche e obesità, evidenziando comunque che il rilevamento è confuso da una grande variazione interpersonale nella composizione del microbiota.

Recentemente, è stata segnalata un’associazione positiva tra Bacteroides fragilis e obesità infantile e una riduzione del phylum di Bacteroidetes in relazione all’alto indice di massa corporea.

Il phylum Firmicutes è risultato essere correlato positivamente con l’aumento di peso, così come alcune specie dello stesso Phylum sono state associate alla conservazione del tessuto adiposo, anche se tali risultati richiedono ulteriori studi [24].

È stato anche dimostrato che un basso rapporto proteobatteri:batterioideti, abbia un effetto benefico sulla salute [25].

La fonte nutritiva più importante per il microbiota intestinale sono i carboidrati indigeribili nella dieta, la cui fermentazione produce acetato, propionato e butirrato, chiamati acidi grassi a catena corta (SCFA), gas (H2 e CO2), ammoniaca, ammine, fenoli ed energia, che i batteri del microbiota utilizzano per la crescita e il mantenimento della funzione cellulare [26].

I batteri del genere Bacteroides sono noti per possedere un numero molto elevato di geni che codificano per gli enzimi che hanno come substrato i glucidi, come glicosil transferasi, glicoside idrolasi e polisaccaride liasi, che svolgono la funzione di fermentazione dei carboidrati [27].

I principali SCFA prodotti sono acido acetico (C2), acido propionico (C3) e acido butirrico (C4) (in rapporto 60:20:20) e, in quantità inferiori, acido lattico (principalmente L-lattato), acido 2-idrossi propanoico, acido valerico e caproico.

L’acido acetico e l’acido propionico vengono assorbiti principalmente dal lume del colon, mentre l’acido butirrico è il substrato preferenziale dei colonociti.

Le malattie infiammatorie dell’intestino, la sindrome del Colon irritabile, il cancro e altre patologie gastrointestinali, sono strettamente correlate alla alterata produzione di SCFA [28].

Il microbiota influenza anche la proteolisi intestinale poiché diversi batteri producono le loro proteinasi e peptidasi che lavorano in sinergia con quelle umane.

Il microbiota è inoltre responsabile della produzione di istamina (a partite dalla L-istidina), dell’acido γ-amino butirrico (a partire dal L-glutammato) ed importanti peptidi ad azione antimicrobica (batteriocine) [29,30].

Un altro ruolo essenziale del microbiota intestinale per il nostro organismo è il suo contributo alla sintesi di vitamina K, biotina, acido folico, tiamina, glicani, aminoacidi e acido linoleico coniugato (CLA), che possiedono numerose attività protettive per la salute [31,32].

Il metabolismo lipidico è influenzato dal microbiota intestinale, poiché è capace di promuovere l’attività delle lipoproteine ​​lipasi negli adipociti ed è capace di apportare modificazioni del profilo degli acidi biliari [33]. Ad esempio, Escherichia coli, Bacteroides intestinalis e Bacteroides fragilis, trasformano gli acidi biliari primari in acidi biliari secondari nel colon umano [35].

Inoltre, l’induzione della colipasi da parte di Bacteroides thetaiotaomicron, favorisce la digestione lipidica [34].

Secondo Baars et al. [36], le differenze sesso-specifiche osservabili nel metabolismo lipidico, nei topi, sarebbero mediate dal microbiota intestinale e dalla loro influenza sulla composizione degli acidi biliari.

Il microbiota intestinale interferisce inoltre nel metabolismo dei composti polifenolici derivanti da una dieta ricca di verdure, frutta e prodotti delle piante, come cacao, frutti di bosco, vino e tè.

La composizione del microbiota mostra un certo grado di differenze interindividuali che possono essere dovute da diversi fattori:

  • fattori intrinseci del microbioma (stato dipendente dall’età, stato compositivo)
  • fattori estrinseci del microbioma
  • fattori estrinseci dell’ospite (cioè stile di vita, abitudini alimentari, attività fisica)
  • fattori intrinseci dell’ospite (es. genetica)
  • fattori ambientali (es. trasmissione materna verticale) [8].

Per quanto riguarda le differenze di età, la composizione intestinale è fortemente determinata durante l’infanzia e raggiunge la forma adulta a tre anni, condizionando la funzionalità del sistema immunitario [37–39].

Nell’età adulta, i microrganismi intestinali umani rimangono relativamente stabili nel tempo, esibendo resilienza a disgregatori come lo stress e le malattie acute [40,41].

Alcune evidenze dimostrano che esiste anche una correlazione tra composizione del microbioma intestinale, e specifici squilibri relativi alla salute degli individui. [42,43].

Ad esempio, Prevotella Copri e Bacteroides Vulgatus, che caratterizzano diversi enterotipi, sono coinvolti nell’insulino-resistenza [44] e alcune alterazioni del metabolismo del glucosio a seguito di un intervento dietetico possono essere influenzate dal rapporto Prevotella: Bacteroides [8,45].

In età avanzata, la ricchezza e la diversità delle specie del microbioma diminuiscono e aumenta la variabilità interindividuale, mentre la resistenza alle variazioni è ridotta [46,47].

 

Relazioni tra microbiota intestinale ed esercizio fisico

La popolazione batterica intestinale è modulata da fattori non modificabili (sesso, genetica, età ed etnia) e fattori modificabili (salute dell’ospite, attività fisica, dieta ed eventuali terapie antibiotiche).

Campbell et al. [48] ​​hanno rilevato che l’esercizio fisico influenza il microbioma indipendentemente dalla dieta.

L’esercizio fisico è infatti collegato alla modulazione positiva della biodiversità del microbiota intestinale e i potenziali meccanismi con cui l’esercizio fisico potrebbe alterare il microbioma intestinale sono stati studiati in studi su animali e umani.

Le modificazioni del microbiota intestinale indotte dall’esercizio fisico regolano il tempo di transito intestinale [49], il profilo degli acidi biliari [50], la produzione di acidi grassi a catena corta, “short chain fatty acids” (SCFA) tramite attivazione di AMP Kinasi (AMPK) [9,51], la modulazione della via di segnalazione dei recettori Toll-Like (TLR) [52,53], l’immunoglobulina A (IgA) [54], il numero di cellule B e CD4 +T e infine la perdita di peso [55].

Inoltre, l’esercizio fisico regolare riduce la risposta allo stress mediata dalle “heat shock protein”, prevenendo la rottura delle proteine delle tight junction tra le cellule epiteliali dell’intestino.

Pertanto, l’esercizio rappresenta uno stress ormonale per l’intestino che stimola adattamenti benefici e migliora la resistenza a lungo termine della barriera intestinale [56].

Quando consideriamo gli effetti dell’esercizio fisico sulla produzione di metaboliti da parte del microbiota, dobbiamo tenere presente diversi fattori, tra cui età, grasso corporeo, grado di attività dei soggetti.

Parallelamente all’aumento dei Bacteroidetes e alla diminuzione dei Firmicutes, l’attività fisica promuove, maggiormente nei giovani che negli adulti, un aumento della massa magra attraverso un adattamento del metabolismo dell’ospite mediato dalla composizione batterica [57].

Inoltre, le specie microbiche promosse dall’esercizio fisico in giovane età favoriscono uno sviluppo ottimale delle funzioni cognitive [58]. In questo contesto dopo l’esercizio fisico sono state osservate, variazioni dei diversi taxa batterici significativamente correlate all’indice di massa corporea (BMI), sia in donne attive che sedentarie sotto i 40 anni [59].

Anche se la composizione del microbiota di tutti i partecipanti subiva delle variazioni nel periodo successivo all’esercizio, la presenza di specie ad effetto benefico (proprietà antinfiammatorie e capacità di produrre SCFA), era maggiore nei soggetti normopeso [59].

È stato inoltre rilevato che i microbiomi degli atleti contengono differenti composizioni microbiche definite dall’elevata abbondanza di Veillonellaceae, Bacteroidetes, Prevotella, Methanobevibacter e Akkermansia [60]. L’abbondanza di taxa coinvolti nel metabolismo energetico e dei carboidrati, come Prevotella e Methanobrevibacter Smithii, sono risultati significativamente più alti nei ciclisti professionisti rispetto ai ciclisti dilettanti e la loro concentrazione è correlabile alla frequenza dell’allenamento [61].

Christensen et al. [62] ha dimostrato che, negli adulti sovrappeso sottoposti a una dieta ricca di fibre e cereali integrali per sei settimane, l’abbondanza di Prevotella era predittiva della perdita di peso, suggerendo che l’enterotipo dovrebbe essere considerato nelle strategie nutrizionali personalizzate per contrastare l’obesità.

È noto che la produzione di SCFA, in particolare di butirrato, aumenta dopo l’esercizio fisico nell’uomo [9].

In effetti, nelle donne che eseguono almeno tre ore di esercizio fisico a settimana, rispetto a soggetti sedentari, si è osservata una maggiore quantità di taxa che producono butirrato, e in particolare alcune specie come Faecalibacterium Prausnitzii, Roseburia hominis e Akkermansia muciniphila, nonché il genere Coprococcus [59].

Un’elevata abbondanza di A. muciniphila è stata precedentemente descritta nel microbiota degli atleti, mentre bassi livelli sono stati collegati a disturbi metabolici (obesità, sindrome metabolica e diabete di tipo II) in pazienti con malattia infiammatoria intestinale (IBD) [63,64].

L’esercizio fisico, infatti, può avere un impatto positivo sullo strato di muco intestinale, un substrato importante per i batteri associati alla mucosa come A. muciniphila.

Il butirrato prodotto da R. Hominis e F. Prausnitzii ha un effetto benefico sulla salute con un impatto positivo sulla funzionalità intestinale e sul metabolismo lipidico [65,66].

  1. Prausnitzii è inoltre in grado di produrre metaboliti con azione antinfiammatoria [67].

Un altro studio ha confrontato adulti normopeso e obesi che hanno partecipato a un programma di esercizi di endurance per sei settimane sotto controllo dietetico.

Tra questi si è osservato un aumento dei taxa che producono butirrato solo nei soggetti normopeso. In questi ultimi si è osservato inoltre un aumento delle specie Faecalibacterium, che invece diminuivano negli adulti obesi. Un andamento opposto veniva osservato per le specie Bacteroides, confermando l’influenza dell’IMC sulla composizione del microbiota. [9]

È interessante notare che l’abbondanza di taxa capaci di produrre butirrato era più elevata negli individui con maggiore capacità aerobica, a parità di BMI, dieta ed età [68].

L’attività fisica basata sulla corsa a lunga distanza è invece correlata ad un significativo incremento della famiglia delle Coriobatteriacee. Questa famiglia batterica è coinvolta nella conversione di polifenoli alimentari scarsamente assorbibili, in derivati ​​biodisponibili e bioattivi [69], nonché nel metabolismo dei sali biliari e degli steroidi, come lo steroide aldosterone 18-glucuronide.

Questo metabolita dell’aldosterone esercita molte funzioni importanti, come la segnalazione cellulare, l’accumulo di substrati ed energia, l’integrità e la stabilità della membrana [70].

Durante e dopo l’esercizio fisico intenso e prolungato, quantità significative di lattato vengono rilasciate nel sangue. Il lattato ha un ruolo importante nelle prestazioni di resistenza, in quanto viene utilizzato come combustibile da numerosi organi e tessuti. Più questi organi e tessuti “imparano” a usare il lattato come substrato, più le prestazioni migliorano [71].

Di recente, Scheiman et al. [60] hanno dimostrato che il lattato sistemico può attraversare la barriera intestinale nel lume e quindi può essere convertito in propionato dal genere Veillonella.

Questi autori hanno recentemente riferito che Veillonella aumenta nel microbiota intestinale dopo l’esercizio. Nei topi è stato osservato che, l’inoculazione di Veillonella era in grado di migliorare le prestazioni sul tapis roulant, influenzate positivamente anche dal propionato somministrato tramite infusione intracolonica [81].

Pertanto, questi studi suggeriscono che la modulazione della produzione di SCFA da parte del microbiota intestinale influenza il metabolismo energetico durante l’esercizio e quindi contribuisce all’adattamento indotto dall’esercizio stesso.

Questi prodotti della fermentazione del microbiota possono anche essere utilizzati come fonti di energia nel fegato e nelle cellule muscolari per migliorare le prestazioni di resistenza contribuendo al mantenimento dell’omeostasi glicemica [72,73].

Ancora una volta, è importante sottolineare che la composizione del microbiota intestinale umano rimane relativamente stabile nel tempo con una spiccata resilienza alle perturbazioni [16] e una buona capacità di ritornare totalmente o parzialmente alla composizione precedente dopo la cessazione dello stimolo [74]. La resilienza alle perturbazioni implica che i cambiamenti positivi nell’esercizio e nelle abitudini alimentari volti a indurre effetti positivi sul microbioma debbano essere mantenuti per un lungo periodo per essere efficaci.

 

L’esercizio fisico intenso rappresenta uno stress per il microbiota intestinale

Accanto agli effetti positivi dell’attività fisica sul microbiota intestinale, sono stati descritti anche alcuni cambiamenti sfavorevoli nella fisiologia dell’ospite. L’esercizio fisico ad alta intensità non supportato da un adeguato livello di allenamento, o sindrome da sovrallenamento, può rappresentare un fattore di stress per l’organismo e può anche avere un effetto negativo sul microbiota intestinale [13,94].

Quanto detto è in accordo con gli effetti ormonali delle specie ossidative reattive (ROS) generate dall’esercizio fisico e dallo specifico microbiota intestinale commensale [95-99]. Le ROS, a livelli fisiologicamente normali promuovono effetti positivi partecipando a specifiche vie di segnalazione, ma se sono presenti in concentrazioni troppo elevate, (situazioni di squilibrio o condizioni patologiche), queste possono esercitare effetti dannosi.

In effetti, una recente scoperta dimostra che diverse specie di batteri intestinali commensali umani sono in grado di generare bassi livelli di ROS, e questo può contribuire ad affinare gli effetti benefici promossi dal normale microbiota [99,100].

La modulazione della segnalazione mediata dai ROS può verificarsi durante cambiamenti quantitativi o qualitativi nella composizione del microbiota intestinale a seguito di bruschi cambiamenti nella dieta, terapia antibiotica o assunzione di probiotici [99]: queste modulazioni possono conseguentemente modificare e/o ridurre l’influenza generalmente positiva del circuito microbiota-ROS. Il passaggio da una risposta “benefica” a una “dannosa” dipenderà da molte variabili, che includono anche la durata e l’intensità dello sforzo muscolare, nonché la disponibilità di sistemi di difesa dell’organismo. In questo scenario, è importante considerare il nuovo ruolo del microbiota, che è in grado di modulare costantemente gli effetti dannosi dei ROS.

Il principio di base nella teoria dell’allenamento è di spingere gli atleti ad aumentare il volume e l’intensità dell’allenamento ai limiti, per massimizzare le loro prestazioni. L’esercizio fisico ad alta intensità, specialmente se non proporzionale al livello di allenamento, ha un profondo impatto sullo stress ossidativo, sui danni muscolari, sull’infiammazione sistemica e sulle risposte immunitarie [101]. Esercizio fisico eccessivo e recupero inadeguato causano stress fisici e psicologici che sono correlati e portano a calo delle prestazioni, affaticamento, insonnia, ansia, infiammazione e immunosoppressione [102].

Dal punto di vista del microbiota intestinale, un esercizio prolungato determina una maggiore permeabilità intestinale, alterando la funzione di barriera intestinale e promuovendo la traslocazione batterica dal colon [103,104].

L’esercizio fisico ad alta intensità può causare cambiamenti nella risposta immunitaria riducendo il flusso sanguigno gastrointestinale (GI), aumentando così l’ipertermia tissutale e la permeabilità della parete epiteliale gastrointestinale. Sembra che più intenso è l’esercizio, maggiore è l’interruzione della barriera.

I sintomi della malattia gastrointestinale, inclusi dolore addominale, nausea e diarrea, potrebbero colpire il 70% degli atleti dopo esercizi intensi e la frequenza è più elevata negli atleti d’élite piuttosto che negli atleti amatoriali. [105].

Un eccessivo esercizio fisico induce un forte stress che aumenta la permeabilità intestinale che, a sua volta, potrebbe indurre i batteri e i loro prodotti tossici, incluso l’LPS (lipopolisaccaride) derivato dal microbiota, ad entrare nel flusso sanguigno e attivare l’infiammazione sistemica [106].

L’LPS traslocato attiva i TLR, promuovendo la via dell’NF-kB e la produzione di citochine infiammatorie, che alla fine possono provocare endotossiemia [13]. Queste citochine pro-infiammatorie aumentano anche la permeabilità intestinale attraverso un indebolimento delle tight junction [107].

In un modello murino, è stato inoltre dimostrato che, l’esercizio di endurance esaustivo e acuto, induce l’apoptosi cellulare e altera la permeabilità intestinale. [108].

Karl et al. [109] hanno descritto che un intenso addestramento militare induce un aumento della permeabilità intestinale in concomitanza con i cambiamenti nella composizione del microbiota intestinale (aumento dell’abbondanza di taxa meno dominanti e diminuzione dell’abbondanza di taxa più dominanti come i Bacteroides) e dei markers di infiammazione. Una gara di mezza maratona in atleti dilettanti è in grado di modificare la funzionalità del microbioma fecale, causando un profilo pro-infiammatorio [70].

In uno studio sui topi, sulla durata nel nuoto prolungato, Hsu et al. [81] hanno dimostrato una relazione tra le prestazioni e l’attività antiossidante del microbiota intestinale, suggerendo che lo stato del microbiota intestinale potrebbe essere cruciale per la prestazione fisica e la sua azione è collegata al sistema enzimatico antiossidante negli atleti.

Accanto all’attività delle singole specie e agli effetti sulla risposta all’esercizio, le prestazioni potrebbero essere influenzate dalla comunità ecologica nel suo insieme. In effetti, il microbiota intestinale ha un ruolo chiave nel controllo dello stress ossidativo, delle risposte infiammatorie, del metabolismo e del dispendio energetico durante l’esercizio fisico intenso.

L’esercizio fisico altera il turnover delle molecole coinvolte nei modelli metabolici e stimola il rilascio di ormoni neuroendocrini che interagiscono con l’intestino direttamente o indirettamente attraverso il sistema immunitario [110].

Oltre all’adattamento del microbiota intestinale all’allenamento fisico, dovrebbe essere considerata l’influenza del microbiota intestinale sulle prestazioni atletiche.

Le infezioni del tratto respiratorio superiore (URTI) rappresentano un problema comune nello sport [105,111]. La frequenza URTI è più alta durante i periodi di allenamento intensi o le competizioni, specialmente negli sport individuali come triathlon e maratone (si è dimostrata più bassa negli sport di squadra) [112]. Inoltre, viaggi, stress e bassa apporto calorico possono aumentare il rischio URTI negli atleti [113]. URTI può influire notevolmente sulle prestazioni, riducendo la forza muscolare e la coordinazione, la capacità aerobica e la concentrazione.

Gli effetti del microbiota intestinale sul sistema immunitario della mucosa possono influire sulla suscettibilità del tratto respiratorio superiore alle infezioni [111].

Infatti, i microrganismi intestinali sono in grado di regolare altre mucose distanti dall’intestino attraverso l’induzione del sistema immunitario comune mucosale. [114].

L’idea che il microbiota intestinale influenza la salute respiratoria è anche evidenziata da recenti studi che dimostrano come i prodotti che promuovono la salute dell’intestino, quali probiotici e prebiotici, potrebbero ridurre la suscettibilità all’URTI [115,116].

L’attivazione dell’asse simpatico-adrenomidollare e ipotalamo-ipofisi-surrene durante l’esercizio porta a rilascio di catecolamine e glucocorticoidi [117].

Inoltre, il sistema nervoso autonomo aumenta i neurotrasmettitori nei tessuti periferici e, interagendo con il sistema nervoso enterico, regola il passaggio del materiale attraverso il tratto gastrointestinale [118].

L’intestino stesso produce ormoni come l’acido gamma aminobutirrico e il neuropeptide Y [119] e , attraverso il microbiota, è in grado di secernere molecole come SCFA e triptofano [120,121] che a loro volta possono modulare neurotrasmettitori inibitori ed eccitatori e molecole simili a neurotrasmettitori [122 ].

La dopamina prodotta durante lo stress indotto dall’esercizio viene rilasciata nel tratto gastrointestinale a seconda dei livelli di tirosina, del tipo di stress, del sesso e della presenza di batteri enterici in grado di produrre la tirosina [123].

La fatica durante l’esercizio fisico intenso è un fenomeno complesso derivante dall’esaurimento muscolare e dalle modificazioni del sistema nervoso centrale legate all’aumento dei livelli di serotonina.

La presenza di livelli elevati di serotonina cerebrale osservata nei ratti sotto sforzo [124] è la base per la costruzione di una teoria che giustifichi l’insorgenza o l’aumento della fatica centrale nell’uomo.

In effetti, durante l’esercizio fisico prolungato, nell’uomo è stato osservato un aumento dell’assorbimento del triptofano precursore della serotonina da parte del cervello [125,126]. Questa teoria è stata recentemente sostenuta da Kavanagh et al. [127], il cui studio basato sulla somministrazione di paroxetina nell’uomo, ha dimostrato l’influenza della disponibilità di serotonina nell’aumento dell’affaticamento centrale derivante da contrazioni massime prolungate. La maggiore quantità di serotonina secreta viene prodotta dalle cellule enterocromaffini dell’intestino, sebbene una porzione significativa venga prodotta dallo stesso microbiota. [129].

Pertanto, quando i livelli di dopamina diminuiscono, si osserva un incremento di serotonina, e questa condizione può condurre a uno stato di stanchezza progressiva durante l’esercizio fisico esaustivo, interferendo negativamente con le prestazioni [130].

Il mantenimento di un microbiota sano può anche influenzare l’umore, la motivazione, l’infiammazione e la suscettibilità di un atleta alle infezioni: tutti questi effetti migliorano le prestazioni e riducono l’insorgenza e la percezione della fatica.

Come accennato in precedenza, la dieta può influenzare notevolmente la composizione del microbiota. L’American Dietetic Association suggerisce un’assunzione da moderata a elevata di proteine ​​animali per ripristinare i muscoli, un’elevata quantità di carboidrati semplici per mantenere l’omeostasi del glucosio e una moderata assunzione di grassi e fibre per ridurre i problemi gastrointestinali negli atleti [131]. Inoltre, le proteine animali possono influenzare negativamente il microbiota attraverso la produzione di sottoprodotti tossici, mentre una dieta ricca di zuccheri semplici conduce a una riduzione degli SCFA e della funzione immunitaria [132].

Infine, un apporto inadeguato di fibre e di carboidrati complessi può causare una riduzione della diversità e della funzionalità del microbiota [133].

Le variazioni dietetiche dello sportivo e dei microrganismi associati agli alimenti, possono influenzare la quantità dei microrganismi intestinali in grado di migliorare il metabolismo energetico, lo stress ossidativo e lo stato di infiammazione sistemica. In questa condizione, viene favorito lo sviluppo di specie microbiche che producono metaboliti tossici come prodotti della degradazione proteica [134].

 

L’integrazione con probiotici

I probiotici sono microrganismi vivi non patogeni che, se somministrati in quantità adeguate, conferiscono un equilibrio microbico, in particolare nel tratto gastrointestinale [146]. Negli ultimi anni hanno ricevuto un notevole interesse da parte degli atleti, poiché possono contribuire alla salute generale e, indirettamente, sostenere e / o migliorare le prestazioni.

È stato dimostrato che i probiotici riducono la frequenza e la durata della diarrea e stimolano l’immunità umorale e cellulare [147].  Inoltre, mostrano una significativa attività antiossidante sia in vivo che in vitro [148,149]. Come precedentemente discusso, le alterazioni immunitarie causate da un intenso allenamento o competizioni, incrementano la suscettibilità a URTI e incidono sul tratto gastro intestinale interferendo notevolmente con le prestazioni [150]. I probiotici sono efficaci nel ridurre la suscettibilità a URTI. Questa attività è correlata anche ad altri fattori quali il tipo di sport, il grado di allenamento degli atleti, la tipologia e la durata dell’integrazione [152].

Questi effetti possono essere spiegati dalla modulazione delle citochine sieriche e delle immunoglobuline A secretorie (SIgA), nonché dal cambiamento nel numero e nell’attività delle cellule dell’immunità innata [116,153].

L’assunzione regolare di probiotici può modificare la proliferazione delle cellule epiteliali intestinali e ridurre la permeabilità dell’epitelio intestinale, aumentando l’espressione dei geni per la secrezione della mucina e dei peptidi antimicrobici, rinforzando così la funzione barriera della mucosa [154].

Lamprecht et al. [155] ha analizzato gli effetti di un’integrazione probiotica multi-specie sui marker della barriera intestinale, sull’ossidazione e lo stato infiammatorio. Le osservazioni sono state eseguite a riposo e dopo un intenso esercizio fisico, in uno studio randomizzato, in doppio cieco, controllato con placebo. Si è scoperto che la zonulina, un marker di maggiore permeabilità intestinale, ritorna alla concentrazione normale dopo l’integrazione con probiotici per 14 settimane. Allo stesso modo ritornano nei range il TNF-α e l’ossidazione delle proteine ​​indotte dall’esercizio. Pertanto, l’integrazione di probiotici può modulare la funzione di barriera intestinale, l’omeostasi redox e l’infiammazione di basso grado successivamente a un esercizio prolungato.

Roberts et al. [156] hanno esaminato l’effetto di un intervento probiotico / prebiotico / antiossidante multi-specie per 12 settimane precedenti un triathlon a lunga distanza, facendo riferimento ai livelli di endotossina e alla permeabilità gastrointestinale in atleti amatoriali.

Hanno diviso i soggetti in tre gruppi: un gruppo ha ricevuto un integratore probiotico / prebiotico / antiossidante (LAB4ANTI), un gruppo ha ricevuto solo un supplemento pre / probiotico (LAB4) e il terzo gruppo era un placebo. I valori sono stati confrontati a riposo, prima della gara e sei giorni dopo la gara.

L’integrazione pre / probiotica (LAB4 e LAB4ANTI) ha ridotto i livelli di endotossina sei giorni dopo la gara, ma soltanto la supplementazione LAB4ANTI si è dimostrata efficace prima della gara. Nonostante si siano registrati tempi migliori in entrambi i gruppi integrati, non vi era alcuna differenza statisticamente significativa nei tempi di gara medi. Gli autori concludono affermando che l’utilizzo combinato di pro / prebiotico multi- specie, può ridurre i livelli di endotossina. Inoltre, un’integrazione con LAB4ANTI conferisce un effetto addizionale attraverso la modulazione gastro intestinale.

Molti studi hanno evidenziato che i Lactobacillus spp. hanno vari effetti biologici.

Per esempio, il Lactobacillus rhamnosus CNCMI-4317 è capace di regolare la funzionalità e l’integrità cellulare, la struttura e lo sviluppo del tessuto linfoide, nonché la risposta del sistema immunitario [157]. Inoltre, i Lactobacillus spp., sono produttori di acido lattico, e consentono in questo modo la produzione di butirrato da parte dei batteri in grado di metabolizzare il lattato [158].

Recentemente, sono stati studiati i possibili effetti ergogenici e antifatica dei probiotici.

  1. plantarum TWK10 è capace di indurre un aumento della massa muscolare, delle prestazioni e della resistenza alla fatica nei topi trattati [159]. In uno studio sull’uomo, Huang et al. [160] hanno analizzato l’effetto di sei settimane con supplementazione di TWK10 durante un esercizio esaustivo. I probiotici hanno migliorato significativamente le prestazioni di resistenza e il metabolismo del glucosio, suggerendo che TWK10 può essere utile per il miglioramento della resa energetica. Pertanto, oltre all’azione antiossidante ben documentata, il TWK10 supplementare potrebbe avere anche una funzione anti-fatica ed ergogenica [161,162]. Tuttavia, pochi studi si sono concentrati sui lactobacilli (probiotici) e sulla loro interazione con il microbiota intestinale e sulla possibile funzione ergogenica. I risultati precedentemente descritti di Scheiman et al. [60] sugli effetti della Veillonella sui risultati atletici può suggerire un possibile uso di questi ceppi come supplemento per migliorare le prestazioni. Analogamente, Soares et al. [163] hanno evidenziato i benefici per il metabolismo dell’ospite derivanti dalla supplementazione di Saccaharomyces boulardii (Sb). In questo studio, gli autori hanno valutato l’effetto della supplementazione di Sb sul tasso di consumo di ossigeno (VO2), l’efficienza meccanica e le prestazioni aerobiche dei ratti Wistar sottoposti ad affaticamento e esercizio a velocità incrementale. Si è scoperto che la Sb supplementare non ha influenza sul metabolismo aerobico a riposo, ma incrementa significativamente la VO2 max e le prestazioni aerobiche.

Tra i probiotici più popolari, il kefir (KF), una bevanda ricca di fermenti lattici ottenuti dalla fermentazione del latte, è stato proposto per trattare ipertensione, malattie gastrointestinali, allergie, cardiopatia ischemica [164,165], affaticamento [166,167] e soppressione immunitaria indotta dall’esercizio fisico [168]. Il kefir è in grado di ridurre i livelli di lattato plasmatico, ammoniaca e creatin-chinasi (CK), migliorando le prestazioni, combattendo la fatica fisica [169] e alterando la composizione del microbiota intestinale nei topi.

È interessante notare che i probiotici sono noti per promuovere un miglioramento dello stato e dei disturbi dell’umore [170] e, sulla base della letteratura [171], è concepibile che il miglioramento dell’umore mediato dai probiotici possa avere un impatto indiretto e positivo sulle condizioni dell’atleta. I meccanismi in base ai quali il microbiota può influenzare l’umore e, più in generale, il sistema nervoso centrale, sono stati ampiamente esaminati da Bravo et al. [172].

Sebbene ci siano pochissimi studi che affrontano questo argomento, sulla base della prevalenza sugli studi animali, alcuni autori hanno riportato effetti benefici sulla salute del microbiota intestinale e sui disturbi dell’umore (ansia e depressione) capaci di influire negativamente sulle prestazioni sportive [173-176]. Gli effetti di una somministrazione di sei mesi di una preparazione multivitaminica probiotica negli adulti affetti da stress o esaurimento sono stati studiati da Gruenwald et al. [174].

I risultati hanno mostrato un significativo miglioramento delle condizioni generali in coloro che hanno partecipato allo studio, incluso un miglioramento del 41% nello stress percepito.

Messaoudi et al. [175] hanno studiato gli effetti analgesici simili del Lactobacillus helveticus e del supplemento di Bifidobacterium longum su volontari umani in buono stato di salute. Gli autori hanno riferito che un regime di integrazione di 30 giorni ha promosso risposte psicologiche benefiche. Rao et al. [176] hanno studiato gli effetti dell’assunzione di probiotici sull’ansia e sulla depressione nei pazienti con sindrome da stanchezza cronica. In questi pazienti, il consumo di otto settimane di Lactobacillus casei ha comportato una riduzione significativa degli indicatori di ansia rispetto a un gruppo placebo. Infine, è stato riportato che un’integrazione di probiotici multi-specie influenza positivamente la capacità di reazione a uno stato depressivo [174]. Sebbene ai partecipanti dello studio non fossero stati diagnosticati disturbi del comportamento, coloro i quali hanno consumato il probiotico per quattro settimane hanno mostrato un miglioramento generale dell’umore. Per quanto riguarda gli studi sugli animali, sebbene siano ancora necessari ulteriori lavori di ricerca, analogamente agli esseri umani, esistono alcune prove che indicano che la salute e la composizione del microbiota intestinale, influenzino i sintomi e i comportamenti depressivi degli animali [177-179].

Nel complesso, i risultati relativi ai pochi studi su animali e umani suggeriscono che l’uso di probiotici potrebbe essere benefico per l’umore, in particolare negli individui con una storia di disturbi dell’umore. Ci sono anche studi che mostrano una correlazione tra attività fisica e livelli di stress, che indicano come l’attività fisica sia uno strumento importante in grado di apportare benefici sull’umore e sullo stato affettivo [180,181]. Da una prospettiva biochimica, una correlazione positiva tra esercizio fisico e livelli di triptofano è stata descritta da Gostner et al. [182]. Gli autori hanno evidenziato che l’esercizio fisico consente di aumentare i livelli di triptofano che, una volta metabolizzato a livello cerebrale, può aumentare la sintesi di serotonina, portando ad effetti benefici sull’umore. Nel complesso, è ipotizzabile che combinare l’integrazione di probiotici con un appropriato livello di attività fisica possa avere benefici positivi sinergici sull’umore.

Da tutto questo si evince che un’integrazione quotidiana con probiotici e prebiotici deve essere un “must” nella dieta di un individuo, soprattutto se sportivo.

In questo modo si interferisce positivamente con la salute generale, soprattutto tenendo presente le diverse connessioni che sussistono tra benessere intestinale e benessere generale dell’organismo.

 

Come scegliere un integratore di probiotici

Sicuramente destreggiarsi nel campo degli integratori probiotici non è facile, vista la vastità di scelta che offre il mercato.

Cercherò di darvi qualche informazione per sapervi orientare al meglio:

 

  • Scegliete un integratore che apporti una buona dose di probiotici. Per “buona dose” si intende almeno 10 miliardi di cellule vive.
  • Scegliete un integratore che contenga possibilmente anche prebiotici. I probioti lavorano al meglio se assunti in associazione con prebiotici, fibre che aiutano e sostengono la vitalità dei batteri probiotici.
  • Scegliete un integratore che contenga diversi ceppi probiotici. È importante offrire al microbiota un’ampia varietà di probiotici, in modo da popolare il più possibile la microflora. Non focalizzate su un solo ceppo, assumetene diversi e variate spesso.

 

Prendiamo ad esempio il nuovo integratore “Lacto-Fort”, opera del team di ricerca e sviluppo.

I 3 probiotici che compongono il blend di Lacto-Fort TN Pharma sono: Saccharomyces boulardii (10 miliardi U.F.C.) Lactobacillus Acidophilus (4 miliardi U.F.C.) Lactobacillus Rhamnosus (2 miliardi U.F.C.).

Lactobacillus acidophilus: è il più importante microrganismo simbionte della prima parte dell’intestino, impedisce ai batteri produttori di gas di risalire dal colon, risiede anche nella mucosa vaginale. In entrambe le sedi agisce producendo acido lattico, H2O2, e sostanze ad azione antibiotica come l’acidofillina. Promuove la sintesi di vitamina B e favorisce la digestione, l’assimilazione del cibo e migliora la compliace nei pazienti affetti da IBS. Lactobacillus rhamnosus: è un batterio anaerobico facoltativo che produce quantità significative di acido lattico, agisce a livello dell’intestino crasso dove compete coi patogeni e contrasta molte forme di diarrea come quella del viaggiatore e le diarree infantili.

A questi è stata aggiunta l’Inulina! L’Inulina è sicuramente il prebiotico più noto (fonte di FOS Frutto Oligo Saccaridi), rappresenta fonte di nutrimento selettiva per i probiotici, favorendone lo sviluppo.

Spesso è indicata in casi di stipsi e riequilibrio della flora.

Il Team Ricerca & Sviluppo TN Pharma, oltre alla qualità e all’efficacia della formula, ha puntato a caratteristiche nutrizionali importanti, che rendono questo integratore alimentare perfetto anche per chi soffre delle principali intolleranze o segue regimi dietetici specifici. Il Lacto-Fort è infatti: GLUTEN FREE Senza Lattosio VEGAN OK

Bene, ora che vi ho fornito un po’ di materiale su questo nuovo microscopico mondo, spero che abbiate le idee più chiare e abbiate appreso l’importanza di un microbiota intestinale in salute.

 

 

 

 

 

 

BIBLIOGRAFIA:

  1. Mitchell, C.M.; Davy, B.M.; Hulver, M.W.; Neilson, A.P.; Bennett, B.J.; Davy, K.P. Does Exercise Alter Gut Microbial Composition? A Systematic Review. Sci. Sports Exerc. 2019, 51, 160–167. [CrossRef] [PubMed]
  2. Jandhyala, S.M.; Talukdar, R.; Subramanyam, C.; Vuyyuru, H.; Sasikala, M.; Nageshwar Reddy, D. Role of the normal gut microbiota. World J. Gastroenterol. 2015, 21, 8787–8803. [CrossRef] [PubMed]
  3. Monda, V.; Villano, I.; Messina, A.; Valenzano, A.; Esposito, T.; Moscatelli, F.; Viggiano, A.; Cibelli, G.; Chieffi, S.; Monda, M.; et al. Exercise Modifies the Gut Microbiota with Positive Health Effects. Med. Cell. Longev. 2017, 2017, 3831972. [CrossRef] [PubMed]
  4. Rinninella, E.; Raoul, P.; Cintoni, M.; Franceschi, F.; Miggiano, G.A.D.; Gasbarrini, A.; Mele, M.C. What is the Healthy Gut Microbiota Composition? A Changing Ecosystem across Age, Environment, Diet, and Diseases. Microorganisms 2019, 7, 14. [CrossRef]
  5. Le Chatelier, E.; Nielsen, T.; Qin, J.; Prifti, E.; Hildebrand, F.; Falony, G.; Almeida, M.; Arumugam, M.; Batto, J.M.; Kennedy, S.; et al. Richness of human gut microbiome correlates with metabolic markers. Nature 2013, 500, 541–546. [CrossRef]
  6. Sonnenburg, E.D.; Smits, S.A.; Tikhonov, M.; Higginbottom, S.K.; Wingreen, N.S.; Sonnenburg, J.L. Diet-induced extinctions in the gut microbiota compound over generations. Nature 2016, 529, 212–215. [CrossRef]
  7. Wu, G.D.; Chen, J.; Hoffmann, C.; Bittinger, K.; Chen, Y.Y.; Keilbaugh, S.A.; Bewtra, M.; Knights, D.; Walters, W.A.; Knight, R.; et al. Linking long-term dietary patterns with gut microbial enterotypes. Science 2011, 334, 105–108. [CrossRef]
  8. Schmidt, T.S.B.; Raes, J.; Bork, P. The Human Gut Microbiome: From Association to Modulation. Cell 2018, 172, 1198–1215. [CrossRef]
  9. Allen, J.M.; Mailing, L.J.; Niemiro, G.M.; Moore, R.; Cook, M.D.; White, B.A.; Holscher, H.D.; Woods, J.A. Exercise Alters Gut Microbiota Composition and Function in Lean and Obese Humans. Sci. Sports Exerc. 2018, 50, 747–757. [CrossRef]
  10. Choi, J.J.; Eum, S.Y.; Rampersaud, E.; Daunert, S.; Abreu, M.T.; Toborek, M. Exercise attenuates PCB-induced changes in the mouse gut microbiome. Health Perspect. 2013, 121, 725–730. [CrossRef]
  11. Kang, S.S.; Jeraldo, P.R.; Kurti, A.; Miller, M.E.; Cook, M.D.; Whitlock, K.; Goldenfeld, N.; Woods, J.A.; White, B.A.; Chia, N.; et al. Diet and exercise orthogonally alter the gut microbiome and reveal independent associations with anxiety and cognition. Neurodegener. 2014, 9, 36. [CrossRef] [PubMed]
  12. Evans, C.C.; LePard, K.J.; Kwak, J.W.; Stancukas, M.C.; Laskowski, S.; Dougherty, J.; Moulton, L.; Glawe, A.; Wang, Y.; Leone, V.; et al. Exercise prevents weight gain and alters the gut microbiota in a mouse model of high fat diet-induced obesity. PLoS ONE 2014, 9, e92193. [CrossRef] [PubMed]
  13. Ticinesi, A.; Lauretani, F.; Tana, C.; Nouvenne, A.; Ridolo, E.; Meschi, T. Exercise and immune system as modulators of intestinal microbiome: Implications for the gut-muscle axis hypothesis. Immunol. Rev. 2019, 25, 84–95. [PubMed]
  14. Siddharth, J.; Chakrabarti, A.; Pannérec, A.; Karaz, S.; Morin-Rivron, D.; Masoodi, M.; Feige, J.N.; Parkinson, S.J. Aging and sarcopenia associate with specific interactions between gut microbes, serum biomarkers and host physiology in rats. Aging 2017, 9, 1698–1720. [CrossRef]
  15. Donovan, S.M. Introduction to the special focus issue on the impact of diet on gut microbiota composition and function and future opportunities for nutritional modulation of the gut microbiome to improve human health. Gut Microbes 2017, 8, 75–81. [CrossRef]
  16. Lozupone, C.A.; Stombaugh, J.I.; Gordon, J.I.; Jansson, J.K.; Knight, R. Diversity, stability and resilience of the human gut microbiota. Nature 2012, 489, 220–230. [CrossRef]
  17. Greenhalgh, K.; Meyer, K.M.; Aagaard, K.M.; Wilmes, P. The human gut microbiome in health: Establishment and resilience of microbiota over a lifetime. Microbiol. 2016, 18, 2103–2116. [CrossRef]
  18. Zhang, Z.; Tang, H.; Chen, P.; Xie, H.; Tao, Y. Demystifying the manipulation of host immunity, metabolism, and extraintestinal tumors by the gut microbiome. Signal Transduct. Target. Ther. 2019, 4, 41. [CrossRef]
  19. Mariat, D.; Firmesse, O.; Levenez, F.; Guimaraes, V.; Sokol, H.; Dore, J.; Corthier, G.; Furet, J.P. The Firmicutes/Bacteroidetes ratio of the human microbiota changes with age. BMC Microbiol. 2009, 9, 123. [CrossRef]
  20. Ley, R.E.; Turnbaugh, P.J.; Klein, S.; Gordon, J.I. Microbial ecology: Human gut microbes associated with obesity. Nature 2006, 444, 1022–1023. [CrossRef]
  21. Duncan, S.H.; Lobley, G.E.; Holtrop, G.; Ince, J.; Johnstone, A.M.; Louis, P.; Flint, H.J. Human colonic microbiota associated with diet, obesity and weight loss. J. Obes. 2008, 32, 1720–1724. [CrossRef]
  22. Finucane, M.M.; Sharpton, T.J.; Laurent, T.J.; Pollard, K.S. A taxonomic signature of obesity in the microbiome?

Getting to the guts of the matter. PLoS ONE 2014, 9, e84689. [CrossRef]

  1. Sze, M.A.; Schloss, P.D. Looking for a Signal in the Noise: Revisiting Obesity and the Microbiome. MBio

2016, 7. [CrossRef] [PubMed]

  1. Indiani, C.; Rizzardi, K.F.; Castelo, P.M.; Ferraz, L.F.C.; Darrieux, M.; Parisotto, T.M. Childhood Obesity and

Firmicutes/Bacteroidetes Ratio in the Gut Microbiota: A Systematic Review. Child. Obes. 2018, 14, 501–509.

[CrossRef] [PubMed]
  1. Hollister, E.B.; Gao, C.; Versalovic, J. Compositional and functional features of the gastrointestinal microbiome

and their effects on human health. Gastroenterology 2014, 146, 1449–1458. [CrossRef] [PubMed]

  1. Conlon, M.A.; Bird, A.R. The impact of diet and lifestyle on gut microbiota and human health. Nutrients

2014, 7, 17–44. [CrossRef]

  1. Cantarel, B.L.; Lombard, V.; Henrissat, B. Complex carbohydrate utilization by the healthy human microbiome.

PLoS ONE 2012, 7, e28742. [CrossRef]

  1. Primec, M.; Micˇetic ́-Turk, D.; Langerholc, T. Analysis of short-chain fatty acids in human feces: A scoping

review. Anal. Biochem. 2017, 526, 9–21. [CrossRef]

  1. De Biase, D.; Pennacchietti, E. Glutamate decarboxylase-dependent acid resistance in orally acquired bacteria:

Function, distribution and biomedical implications of the gadBC operon. Mol. Microbiol. 2012, 86, 770–786.

[CrossRef]
  1. Garcia-Gutierrez, E.; Mayer, M.J.; Cotter, P.D.; Narbad, A. Gut microbiota as a source of novel antimicrobials.

Gut Microbes 2019, 10, 1–21. [CrossRef]

  1. Baddini Feitoza, A.; Fernandes Pereira, A.; da Costa, N.F.; Goncalves Ribeiro, B. Conjugated linoleic acid

(CLA): Effect modulation of body composition and lipid profile. Nutr. Hosp. 2009, 24, 422–428. [PubMed]

  1. Devillard, E.; McIntosh, F.M.; Paillard, D.; Thomas, N.A.; Shingfield, K.J.; Wallace, R.J. Differences between human subjects in the composition of the faecal bacterial community and faecal metabolism of linoleic acid.

Microbiology 2009, 155, 513–520. [CrossRef] [PubMed]

  1. Boursier, J.; Diehl, A.M. Nonalcoholic Fatty Liver Disease and the Gut Microbiome. Liver Dis. 2016, 20,

263–275. [CrossRef] [PubMed]

  1. Hooper, L.V.; Wong, M.H.; Thelin, A.; Hansson, L.; Falk, P.G.; Gordon, J.I. Molecular analysis of commensal

host-microbial relationships in the intestine. Science 2001, 291, 881–884. [CrossRef]

  1. Velagapudi, V.R.; Hezaveh, R.; Reigstad, C.S.; Gopalacharyulu, P.; Yetukuri, L.; Islam, S.; Felin, J.; Perkins, R.; Borén, J.; Oresic, M.; et al. The gut microbiota modulates host energy and lipid metabolism in mice. Lipid

Res. 2010, 51, 1101–1112. [CrossRef]

  1. Baars, A.; Oosting, A.; Lohuis, M.; Koehorst, M.; El Aidy, S.; Hugenholtz, F.; Smidt, H.; Mischke, M.;

Boekschoten, M.V.; Verkade, H.J.; et al. Sex differences in lipid metabolism are affected by presence of the gut

microbiota. Sci. Rep. 2018, 8, 13426. [CrossRef]

  1. Gensollen, T.; Iyer, S.S.; Kasper, D.L.; Blumberg, R.S. How colonization by microbiota in early life shapes the

immune system. Science 2016, 352, 539–544. [CrossRef]

  1. Kabat, A.M.; Srinivasan, N.; Maloy, K.J. Modulation of immune development and function by intestinal microbiota. Trends Immunol. 2014, 35, 507–517. [CrossRef]
  2. Thaiss, C.A.; Levy, M.; Suez, J.; Elinav, E. The interplay between the innate immune system and the microbiota. Opin. Immunol. 2014, 26, 41–48. [CrossRef]
  3. McCoy, K.D.; Ignacio, A.; Geuking, M.B. Microbiota and Type 2 immune responses. Opin. Immunol. 2018, 54, 20–27. [CrossRef]
  4. McLean, M.H.; Dieguez, D.; Miller, L.M.; Young, H.A. Does the microbiota play a role in the pathogenesis of autoimmune diseases? Gut 2015, 64, 332–341. [CrossRef] [PubMed]
  5. Arumugam, M.; Raes, J.; Pelletier, E.; Le Paslier, D.; Yamada, T.; Mende, D.R.; Fernandes, G.R.; Tap, J.; Bruls, T.; Batto, J.M.; et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature 2011, 473, 174–180. [CrossRef] [PubMed]
  6. Costea, P.I.; Hildebrand, F.; Arumugam, M.; Bäckhed, F.; Blaser, M.J.; Bushman, F.D.; de Vos, W.M.; Ehrlich, S.D.; Fraser, C.M.; Hattori, M.; et al. Enterotypes in the landscape of gut microbial community composition. Microbiol. 2018, 3, 8–16. [CrossRef] [PubMed]
  7. Pedersen, H.K.; Gudmundsdottir, V.; Nielsen, H.B.; Hyotylainen, T.; Nielsen, T.; Jensen, B.A.; Forslund, K.; Hildebrand, F.; Prifti, E.; Falony, G.; et al. Human gut microbes impact host serum metabolome and insulin sensitivity. Nature 2016, 535, 376–381. [CrossRef] [PubMed]
  8. Kovatcheva-Datchary, P.; Nilsson, A.; Akrami, R.; Lee, Y.S.; De Vadder, F.; Arora, T.; Hallen, A.; Martens, E.; Björck, I.; Bäckhed, F. Dietary Fiber-Induced Improvement in Glucose Metabolism Is Associated with Increased Abundance of Prevotella. Cell Metab. 2015, 22, 971–982. [CrossRef] [PubMed]
  9. Claesson, M.J.; Jeffery, I.B.; Conde, S.; Power, S.E.; O’Connor, E.M.; Cusack, S.; Harris, H.M.; Coakley, M.; Lakshminarayanan, B.; O’Sullivan, O.; et al. Gut microbiota composition correlates with diet and health in the elderly. Nature 2012, 488, 178–184. [CrossRef]
  10. O’Toole, P.W.; Jeffery, I.B. Gut microbiota and aging. Science 2015, 350, 1214–1215. [CrossRef]
  11. Campbell, S.C.; Wisniewski, P.J.; Noji, M.; McGuinness, L.R.; Häggblom, M.M.; Lightfoot, S.A.; Joseph, L.B.; Kerkhof, L.J. The Effect of Diet and Exercise on Intestinal Integrity and Microbial Diversity in Mice. PLoS

ONE 2016, 11, e0150502. [CrossRef]

  1. Oettlé, G.J. Effect of moderate exercise on bowel habit. Gut 1991, 32, 941–944. [CrossRef]
  2. Hagio, M.; Matsumoto, M.; Yajima, T.; Hara, H.; Ishizuka, S. Voluntary wheel running exercise and dietary

lactose concomitantly reduce proportion of secondary bile acids in rat feces. J. Appl. Physiol. 2010, 109,

663–668. [CrossRef]

  1. Cerda, B.; Perez, M.; Perez-Santiago, J.D.; Tornero-Aguilera, J.F.; Gonzalez-Soltero, R.; Larrosa, M. Gut

Microbiota Modification: Another Piece in the Puzzle of the Benefits of Physical Exercise in Health? Front.

Physiol. 2016, 7, 51. [CrossRef] [PubMed]

  1. Francaux, M. Toll-like receptor signalling induced by endurance exercise. Physiol. Nutr. Metab. 2009,

34, 454–458. [CrossRef] [PubMed]

  1. Frosali, S.; Pagliari, D.; Gambassi, G.; Landolfi, R.; Pandolfi, F.; Cianci, R. How the Intricate Interaction

among Toll-Like Receptors, Microbiota, and Intestinal Immunity Can Influence Gastrointestinal Pathology. J.

Immunol. Res. 2015, 2015, 489821. [CrossRef] [PubMed]

  1. Viloria, M.; Lara-Padilla, E.; Campos-Rodríguez, R.; Jarillo-Luna, A.; Reyna-Garfias, H.; López-Sánchez, P.;

Rivera-Aguilar, V.; Salas-Casas, A.; Berral de la Rosa, F.J.; García-Latorre, E. Effect of moderate exercise on

IgA levels and lymphocyte count in mouse intestine. Immunol. Investig. 2011, 40, 640–656. [CrossRef]

  1. Turnbaugh, P.J.; Ley, R.E.; Mahowald, M.A.; Magrini, V.; Mardis, E.R.; Gordon, J.I. An obesity-associated gut

microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature 2006, 444, 1027–1031. [CrossRef]

  1. Mailing, L.J.; Allen, J.M.; Buford, T.W.; Fields, C.J.; Woods, J.A. Exercise and the Gut Microbiome: A Review of the Evidence, Potential Mechanisms, and Implications for Human Health. Sport Sci. Rev. 2019, 47,

75–85. [CrossRef]

  1. Mika, A.; Van Treuren, W.; González, A.; Herrera, J.J.; Knight, R.; Fleshner, M. Exercise is More Effective at

Altering Gut Microbial Composition and Producing Stable Changes in Lean Mass in Juvenile versus Adult

Male F344 Rats. PLoS ONE 2015, 10, e0125889. [CrossRef]

  1. Stilling, R.M.; Ryan, F.J.; Hoban, A.E.; Shanahan, F.; Clarke, G.; Claesson, M.J.; Dinan, T.G.; Cryan, J.F. Microbes

& neurodevelopment—Absence of microbiota during early life increases activity-related transcriptional pathways in the amygdala. Brain Behav. Immun. 2015, 50, 209–220. [CrossRef]

  1. Bressa, C.; Bailén-Andrino, M.; Pérez-Santiago, J.; González-Soltero, R.; Pérez, M.; Montalvo-Lominchar, M.G.; Maté-Muñoz, J.L.; Domínguez, R.; Moreno, D.; Larrosa, M. Differences in gut microbiota profile between women with active lifestyle and sedentary women. PLoS ONE 2017, 12, e0171352. [CrossRef]
  2. Scheiman, J.; Luber, J.M.; Chavkin, T.A.; MacDonald, T.; Tung, A.; Pham, L.D.; Wibowo, M.C.; Wurth, R.C.; Punthambaker, S.; Tierney, B.T.; et al. Meta-omics analysis of elite athletes identifies a performance-enhancing microbe that functions via lactate metabolism. Med. 2019, 25, 1104–1109. [CrossRef]
  3. Petersen, L.M.; Bautista, E.J.; Nguyen, H.; Hanson, B.M.; Chen, L.; Lek, S.H.; Sodergren, E.; Weinstock, G.M. Community characteristics of the gut microbiomes of competitive cyclists. Microbiome 2017, 5, 98. [CrossRef] [PubMed]
  4. Christensen, L.; Vuholm, S.; Roager, H.M.; Nielsen, D.S.; Krych, L.; Kristensen, M.; Astrup, A.; Hjorth, M.F. Prevotella Abundance Predicts Weight Loss Success in Healthy, Overweight Adults Consuming a Whole-Grain Diet Ad Libitum: A Post Hoc Analysis of a 6-Wk Randomized Controlled Trial. Nutr. 2019. [CrossRef] [PubMed]
  5. Clarke, S.F.; Murphy, E.F.; O’Sullivan, O.; Lucey, A.J.; Humphreys, M.; Hogan, A.; Hayes, P.; O’Reilly, M.; Jeffery, I.B.; Wood-Martin, R.; et al. Exercise and associated dietary extremes impact on gut microbial diversity. Gut 2014, 63, 1913–1920. [CrossRef] [PubMed]
  6. Derrien, M.; Belzer, C.; de Vos, W.M. Akkermansia muciniphila and its role in regulating host functions. Pathog. 2017, 106, 171–181. [CrossRef] [PubMed]
  7. Canani, R.B.; Costanzo, M.D.; Leone, L.; Pedata, M.; Meli, R.; Calignano, A. Potential beneficial effects of butyrate in intestinal and extraintestinal diseases. World J. Gastroenterol. 2011, 17, 1519–1528. [CrossRef] [PubMed]
  8. Machiels, K.; Joossens, M.; Sabino, J.; De Preter, V.; Arijs, I.; Eeckhaut, V.; Ballet, V.; Claes, K.; Van Immerseel, F.; Verbeke, K.; et al. A decrease of the butyrate-producing species Roseburia hominis and Faecalibacterium prausnitzii defines dysbiosis in patients with ulcerative colitis. Gut 2014, 63, 1275–1283. [CrossRef] [PubMed]
  9. Sokol, H.; Pigneur, B.; Watterlot, L.; Lakhdari, O.; Bermúdez-Humarán, L.G.; Gratadoux, J.J.; Blugeon, S.; Bridonneau, C.; Furet, J.P.; Corthier, G.; et al. Faecalibacterium prausnitzii is an anti-inflammatory commensal bacterium identified by gut microbiota analysis of Crohn disease patients. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 16731–16736. [CrossRef]
  10. Estaki, M.; Pither, J.; Baumeister, P.; Little, J.P.; Gill, S.K.; Ghosh, S.; Ahmadi-Vand, Z.; Marsden, K.R.; Gibson, D.L. Cardiorespiratory fitness as a predictor of intestinal microbial diversity and distinct metagenomic functions. Microbiome 2016, 4, 42. [CrossRef]
  11. Braune, A.; Blaut, M. Bacterial species involved in the conversion of dietary flavonoids in the human gut. Gut Microbes 2016, 7, 216–234. [CrossRef]
  12. Zhao, X.; Zhang, Z.; Hu, B.; Huang, W.; Yuan, C.; Zou, L. Response of Gut Microbiota to Metabolite Changes Induced by Endurance Exercise. Microbiol. 2018, 9, 765. [CrossRef]
  13. van Hall, G. Lactate kinetics in human tissues at rest and during exercise. Acta Physiol. 2010, 199, 499–508. [CrossRef] [PubMed]
  14. Tung, Y.T.; Chen, Y.J.; Chuang, H.L.; Huang, W.C.; Lo, C.T.; Liao, C.C.; Huang, C.C. Characterization of the serum and liver proteomes in gut-microbiota-lacking mice. J. Med. Sci. 2017, 14, 257–267. [CrossRef] [PubMed]
  15. Trovato, F.M.; Martines, G.F.; Brischetto, D.; Catalano, D.; Musumeci, G.; Trovato, G.M. Fatty liver disease and lifestyle in youngsters: Diet, food intake frequency, exercise, sleep shortage and fashion. Liver Int. 2016, 36, 427–433. [CrossRef] [PubMed]
  16. Relman, D.A. The human microbiome: Ecosystem resilience and health. Rev. 2012, 70 (Suppl. 1), S2–S9. [CrossRef] [PubMed]
  17. Matsumoto, M.; Inoue, R.; Tsukahara, T.; Ushida, K.; Chiji, H.; Matsubara, N.; Hara, H. Voluntary running exercise alters microbiota composition and increases n-butyrate concentration in the rat cecum. Biotechnol. Biochem. 2008, 72, 572–576. [CrossRef]
  18. Queipo-Ortuno, M.I.; Seoane, L.M.; Murri, M.; Pardo, M.; Gomez-Zumaquero, J.M.; Cardona, F.; Casanueva, F.; Tinahones, F.J. Gut microbiota composition in male rat models under different nutritional status and physical activity and its association with serum leptin and ghrelin levels. PLoS ONE 2013, 8, e65465. [CrossRef]
  19. Allen, J.M.; Berg Miller, M.E.; Pence, B.D.; Whitlock, K.; Nehra, V.; Gaskins, H.R.; White, B.A.; Fryer, J.D.; Woods, J.A. Voluntary and forced exercise differentially alters the gut microbiome in C57BL/6J mice. Appl. Physiol. 2015, 118, 1059–1066. [CrossRef]
  20. McFadzean, R. Exercise can Help Modulate Human Gut Microbiota; University of Colorado Boulder: Boulder, CO, USA, 2014.
  21. Petriz, B.A.; Castro, A.P.; Almeida, J.A.; Gomes, C.P.; Fernandes, G.R.; Kruger, R.H.; Pereira, R.W.; Franco, O.L. Exercise induction of gut microbiota modifications in obese, non-obese and hypertensive rats. BMC Genom. 2014, 15, 511. [CrossRef]
  22. Denou, E.; Marcinko, K.; Surette, M.G.; Steinberg, G.R.; Schertzer, J.D. High-intensity exercise training increases the diversity and metabolic capacity of the mouse distal gut microbiota during diet-induced obesity. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2016, 310, E982–E993. [CrossRef]
  23. Hsu, Y.J.; Chiu, C.C.; Li, Y.P.; Huang, W.C.; Huang, Y.T.; Huang, C.C.; Chuang, H.L. Effect of intestinal microbiota on exercise performance in mice. Strength Cond. Res. 2015, 29, 552–558. [CrossRef]
  24. Lambert, J.E.; Myslicki, J.P.; Bomhof, M.R.; Belke, D.D.; Shearer, J.; Reimer, R.A. Exercise training modifies gut microbiota in normal and diabetic mice. Physiol. Nutr. Metab. 2015, 40, 749–752. [CrossRef] [PubMed]
  25. Liu, T.W.; Park, Y.M.; Holscher, H.D.; Padilla, J.; Scroggins, R.J.; Welly, R.; Britton, S.L.; Koch, L.G.; Vieira-Potter, V.J.; Swanson, K.S. Physical Activity Differentially Affects the Cecal Microbiota of

Ovariectomized Female Rats Selectively Bred for High and Low Aerobic Capacity. PLoS ONE 2015,

10, e0136150. [CrossRef] [PubMed]

  1. Barton, W.; Penney, N.C.; Cronin, O.; Garcia-Perez, I.; Molloy, M.G.; Holmes, E.; Shanahan, F.; Cotter, P.D.;

O’Sullivan, O. The microbiome of professional athletes differs from that of more sedentary subjects in

composition and particularly at the functional metabolic level. Gut 2018, 67, 625–633. [CrossRef] [PubMed]

  1. Cook, M.D.; Allen, J.M.; Pence, B.D.; Wallig, M.A.; Gaskins, H.R.; White, B.A.; Woods, J.A. Exercise and gut immune function: Evidence of alterations in colon immune cell homeostasis and microbiome characteristics

with exercise training. Immunol. Cell Biol. 2016, 94, 158–163. [CrossRef] [PubMed]

  1. Lamoureux, E.V.; Grandy, S.A.; Langille, M.G.I. Moderate Exercise Has Limited but Distinguishable Effects

on the Mouse Microbiome. MSystems 2017, 2. [CrossRef] [PubMed]

  1. Liu, Z.; Liu, H.Y.; Zhou, H.; Zhan, Q.; Lai, W.; Zeng, Q.; Ren, H.; Xu, D. Moderate-Intensity Exercise

Affects Gut Microbiome Composition and Influences Cardiac Function in Myocardial Infarction Mice. Front.

Microbiol. 2017, 8, 1687. [CrossRef]

  1. Paulsen, J.A.; Ptacek, T.S.; Carter, S.J.; Liu, N.; Kumar, R.; Hyndman, L.; Lefkowitz, E.J.; Morrow, C.D.;

Rogers, L.Q. Gut microbiota composition associated with alterations in cardiorespiratory fitness and

psychosocial outcomes among breast cancer survivors. Support. Care Cancer 2017, 25, 1563–1570. [CrossRef]

  1. Stewart, C.J.; Nelson, A.; Campbell, M.D.; Walker, M.; Stevenson, E.J.; Shaw, J.A.; Cummings, S.P.; West, D.J. Gut microbiota of Type 1 diabetes patients with good glycaemic control and high physical fitness is similar

to people without diabetes: An observational study. Diabet. Med. 2017, 34, 127–134. [CrossRef]

  1. Cronin, O.; Barton, W.; Skuse, P.; Penney, N.C.; Garcia-Perez, I.; Murphy, E.F.; Woods, T.; Nugent, H.; Fanning, A.; Melgar, S.; et al. A Prospective Metagenomic and Metabolomic Analysis of the Impact of Exercise and/or Whey Protein Supplementation on the Gut Microbiome of Sedentary Adults. MSystems 2018,
  2. 3. [CrossRef]
  3. Durk, R.P.; Castillo, E.; Márquez-Magaña, L.; Grosicki, G.J.; Bolter, N.D.; Lee, C.M.; Bagley, J.R. Gut Microbiota

Composition Is Related to Cardiorespiratory Fitness in Healthy Young Adults. Int. J. Sport Nutr. Exerc.

Metab. 2019, 29, 249–253. [CrossRef]

  1. Munukka, E.; Ahtiainen, J.P.; Puigbo, P.; Jalkanen, S.; Pahkala, K.; Keskitalo, A.; Kujala, U.M.; Pietila, S.;

Hollmen, M.; Elo, L.; et al. Six-Week Endurance Exercise Alters Gut Metagenome That Is not Reflected in

Systemic Metabolism in Over-weight Women. Front. Microbiol. 2018, 9, 2323. [CrossRef] [PubMed]

  1. Yang, Y.; Shi, Y.; Wiklund, P.; Tan, X.; Wu, N.; Zhang, X.; Tikkanen, O.; Zhang, C.; Munukka, E.; Cheng, S. The Association between Cardiorespiratory Fitness and Gut Microbiota Composition in Premenopausal

Women. Nutrients 2017, 9, 792. [CrossRef] [PubMed]

  1. Clark, A.; Mach, N. Exercise-induced stress behavior, gut-microbiota-brain axis and diet: A systematic review

for athletes. J. Int. Soc. Sports Nutr. 2016, 13, 43. [CrossRef] [PubMed]

  1. Reid, M.B.; Khawli, F.A.; Moody, M.R. Reactive oxygen in skeletal muscle. Contractility of unfatigued

muscle. J. Appl. Physiol. 1993, 75, 1081–1087. [CrossRef]

  1. Powers, S.K.; Jackson, M.J. Exercise-induced oxidative stress: Cellular mechanisms and impact on muscle force production. Rev. 2008, 88, 1243–1276. [CrossRef]
  2. Barbieri, E.; Sestili, P. Reactive oxygen species in skeletal muscle signaling. Signal. Transduct. 2012, 2012, 982794. [CrossRef]
  3. He, F.; Li, J.; Liu, Z.; Chuang, C.C.; Yang, W.; Zuo, L. Redox Mechanism of Reactive Oxygen Species in Exercise. Physiol. 2016, 7, 486. [CrossRef]
  4. Jones, R.M.; Mercante, J.W.; Neish, A.S. Reactive oxygen production induced by the gut microbiota: Pharmacotherapeutic implications. Med. Chem. 2012, 19, 1519–1529. [CrossRef]
  5. Kumar,A.;Wu,H.;Collier-Hyams,L.S.;Hansen,J.M.;Li,T.;Yamoah,K.;Pan,Z.Q.;Jones,D.P.;Neish,A.S. Commensal bacteria modulate cullin-dependent signaling via generation of reactive oxygen species. EMBO J. 2007, 26, 4457–4466. [CrossRef]
  6. Davies,K.J.;Packer,L.;Brooks,G.A.Biochemicaladaptationofmitochondria,muscle,andwhole-animal respiration to endurance training. Biochem. Biophys. 1981, 209, 539–554. [CrossRef]
  7. Purvis, D.; Gonsalves, S.; Deuster, P.A. Physiological and psychological fatigue in extreme conditions: Overtraining and elite athletes. PM R 2010, 2, 442–450. [CrossRef] [PubMed]
  8. Peters,H.P.;DeVries,W.R.;Vanberge-Henegouwen,G.P.;Akkermans,L.M.Potentialbenefitsandhazardsof physical activity and exercise on the gastrointestinal tract. Gut 2001, 48, 435–439. [CrossRef] [PubMed]
  9. Gisolfi,C.V.IstheGISystemBuiltForExercise?Sci.2000,15,114–119.[CrossRef][PubMed]
  10. deOliveira,E.P.;Burini,R.C.Theimpactofphysicalexerciseonthegastrointestinaltract.Opin.Clin.

Nutr. Metab. Care 2009, 12, 533–538. [CrossRef]

  1. Karl, J.P.; Margolis, L.M.; Madslien, E.H.; Murphy, N.E.; Castellani, J.W.; Gundersen, Y.; Hoke, A.V.;

Levangie, M.W.; Kumar, R.; Chakraborty, N.; et al. Changes in intestinal microbiota composition and metabolism coincide with increased intestinal permeability in young adults under prolonged physiological stress. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2017, 312, G559–G571. [CrossRef]

  1. Zuhl,M.;Schneider,S.;Lanphere,K.;Conn,C.;Dokladny,K.;Moseley,P.Exerciseregulationofintestinal tight junction proteins. J. Sports Med. 2014, 48, 980–986. [CrossRef]
  2. Gutekunst, K.; Kruger, K.; August, C.; Diener, M.; Mooren, F.C. Acute exercises induce disorders of the gastrointestinal integrity in a murine model. J. Appl. Physiol. 2014, 114, 609–617. [CrossRef]
  3. Karl,J.P.;Margolis,L.M.;Murphy,N.E.;Carrigan,C.T.;Castellani,J.W.;Madslien,E.H.;Teien,H.K.;Martini,S.; Montain, S.J.; Pasiakos, S.M. Military training elicits marked increases in plasma metabolomic signatures of energy metabolism, lipolysis, fatty acid oxidation, and ketogenesis. Rep. 2017, 5. [CrossRef]
  4. Egan,B.;Zierath,J.R.Exercisemetabolismandthemolecularregulationofskeletalmuscleadaptation.Cell Metab. 2013, 17, 162–184. [CrossRef]
  5. Colbey,C.;Cox,A.J.;Pyne,D.B.;Zhang,P.;Cripps,A.W.;West,N.P.UpperRespiratorySymptoms,Gut Health and Mucosal Immunity in Athletes. Sports Med. 2018, 48, 65–77. [CrossRef]
  6. Moreira,A.;Delgado,L.;Moreira,P.;Haahtela,T.Doesexerciseincreasetheriskofupperrespiratorytract infections? Med. Bull. 2009, 90, 111–131. [CrossRef] [PubMed]
  7. Nieman, D.C.; Nehlsen-Cannarella, S.L.; Fagoaga, O.R.; Henson, D.A.; Shannon, M.; Hjertman, J.M.; Schmitt, R.L.; Bolton, M.R.; Austin, M.D.; Schilling, B.K.; et al. Immune function in female elite rowers and non-athletes. J. Sports Med. 2000, 34, 181–187. [CrossRef] [PubMed]
  8. Kang,W.;Kudsk,K.A.Isthereevidencethatthegutcontributestomucosalimmunityinhumans? Parenter Enteral Nutr. 2007, 31, 246–258. [CrossRef] [PubMed]
  9. Kekkonen,R.A.;Vasankari,T.J.;Vuorimaa,T.;Haahtela,T.;Julkunen,I.;Korpela,R.Theeffectofprobiotics on respiratory infections and gastrointestinal symptoms during training in marathon runners. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2007, 17, 352–363. [CrossRef]
  10. Gleeson, M.; Bishop, N.C.; Oliveira, M.; McCauley, T.; Tauler, P.; Lawrence, C. Effects of a Lactobacillus salivarius probiotic intervention on infection, cold symptom duration and severity, and mucosal immunity in endurance athletes. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2012, 22, 235–242. [CrossRef]
  11. Ulrich-Lai, Y.M.; Herman, J.P. Neural regulation of endocrine and autonomic stress responses. Rev. Neurosci. 2009, 10, 397–409. [CrossRef]
  12. Eisenstein,M.Microbiome:Bacterialbroadband.Nature2016,533,S104–S106.[CrossRef]
  13. Rhee,S.H.;Pothoulakis,C.;Mayer,E.A.Principlesandclinicalimplicationsofthebrain-gut-entericmicrobiota

axis. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2009, 6, 306–314. [CrossRef]

  1. Lyte,M.;Vulchanova,L.;Brown,D.R.Stressattheintestinalsurface:Catecholaminesandmucosa-bacteria interactions. Cell Tissue Res. 2011, 343, 23–32. [CrossRef]
  2. Marchesi,J.R.;Adams,D.H.;Fava,F.;Hermes,G.D.;Hirschfield,G.M.;Hold,G.;Quraishi,M.N.;Kinross,J.; Smidt, H.; Tuohy, K.M.; et al. The gut microbiota and host health: A new clinical frontier. Gut 2016, 65, 330–339. [CrossRef]
  3. Moloney,R.D.;Desbonnet,L.;Clarke,G.;Dinan,T.G.;Cryan,J.F.Themicrobiome:Stress,healthanddisease. Genome 2014, 25, 49–74. [CrossRef] [PubMed]
  4. Eisenhofer, G.; Aneman, A.; Friberg, P.; Hooper, D.; Fåndriks, L.; Lonroth, H.; Hunyady, B.; Mezey, E. Substantial production of dopamine in the human gastrointestinal tract. Clin. Endocrinol. Metab. 1997, 82, 3864–3871. [CrossRef] [PubMed]
  5. Blomstrand,E.;Perrett,D.;Parry-Billings,M.;Newsholme,E.A.Effectofsustainedexerciseonplasmaamino acid concentrations and on 5-hydroxytryptamine metabolism in six different brain regions in the rat. Acta Physiol. Scand. 1989, 136, 473–481. [CrossRef] [PubMed]
  6. Blomstrand,E.;Moller,K.;Secher,N.H.;Nybo,L.Effectofcarbohydrateingestiononbrainexchangeof amino acids during sustained exercise in human subjects. Acta Physiol. Scand. 2005, 185, 203–209. [CrossRef] [PubMed]
  7. Nybo, L.; Dalsgaard, M.K.; Steensberg, A.; Moller, K.; Secher, N.H. Cerebral ammonia uptake and accumulation during prolonged exercise in humans. Physiol. 2005, 563, 285–290. [CrossRef] [PubMed]
  8. Kavanagh, J.J.; McFarland, A.J.; Taylor, J.L. Enhanced availability of serotonin increases activation of unfatigued muscle but exacerbates central fatigue during prolonged sustained contractions. Physiol. 2019, 597, 319–332. [CrossRef]
  9. Foley,T.E.;Fleshner,M.Neuroplasticityofdopaminecircuitsafterexercise:Implicationsforcentralfatigue. Med. 2008, 10, 67–80. [CrossRef]
  10. El Aidy, S.; Dinan, T.G.; Cryan, J.F. Gut Microbiota: The Conductor in the Orchestra of Immune-Neuroendocrine Communication. Ther. 2015, 37, 954–967. [CrossRef]
  11. Bailey,S.P.;Davis,J.M.;Ahlborn,E.N.Serotonergicagonistsandantagonistsaffectenduranceperformance in the rat. J. Sports Med. 1993, 14, 330–333. [CrossRef]
  12. Rodriguez,N.R.;DiMarco,N.M.;Langley,S.;Association,A.D.;Canada,D.O.;Medicine,A.C.O.S.American College of Sports Medicine position stand. Nutrition and athletic performance. Sci. Sports Exerc. 2009, 41, 709–731. [CrossRef]
  13. DeFilippo,C.;Cavalieri,D.;DiPaola,M.;Ramazzotti,M.;Poullet,J.B.;Massart,S.;Collini,S.;Pieraccini,G.; Lionetti, P. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107, 14691–14696. [CrossRef] [PubMed]
  14. David,L.A.;Maurice,C.F.;Carmody,R.N.;Gootenberg,D.B.;Button,J.E.;Wolfe,B.E.;Ling,A.V.;Devlin,A.S.; Varma, Y.; Fischbach, M.A.; et al. Diet rapidly and reproducibly alters the human gut microbiome. Nature 2014, 505, 559–563. [CrossRef] [PubMed]
  15. Hoffman,C.J.;Coleman,E.Aneatingplanandupdateonrecommendeddietarypracticesfortheendurance athlete. Am. Diet. Assoc. 1991, 91, 325–330. [PubMed]
  16. Close,G.L.;Hamilton,D.L.;Philp,A.;Burke,L.M.;Morton,J.P.Newstrategiesinsportnutritiontoincrease exercise performance. Free Radic. Biol. Med. 2016, 98, 144–158. [CrossRef] [PubMed]
  17. Nocella, C.; Cammisotto, V.; Pigozzi, F.; Borrione, P.; Fossati, C.; D’Amico, A.; Cangemi, R.; Peruzzi, M.; Gobbi, G.; Ettorre, E.; et al. Impairment between Oxidant and Antioxidant Systems: Short- and Long-term Implications for Athletes’ Health. Nutrients 2019, 11, 1353. [CrossRef] [PubMed]
  18. Manach,C.;Scalbert,A.;Morand,C.;Remesy,C.;Jimenez,L.Polyphenols:Foodsourcesandbioavailability. J. Clin. Nutr. 2004, 79, 727–747. [CrossRef] [PubMed]
  19. Ismail,T.;Sestili,P.;Akhtar,S.Pomegranatepeelandfruitextracts:Areviewofpotentialanti-inflammatory and anti-infective effects. Ethnopharmacol. 2012, 143, 397–405. [CrossRef]
  20. Espin,J.C.;Gonzalez-Sarrias,A.;Tomas-Barberan,F.A.Thegutmicrobiota:Akeyfactorinthetherapeutic effects of (poly)phenols. Pharmacol. 2017, 139, 82–93. [CrossRef]
  21. During,A.;Larondelle,Y.TheO-methylationofchrysinmarkedlyimprovesitsintestinalanti-inflammatory properties: Structure-activity relationships of flavones. Pharmacol. 2013, 86, 1739–1746. [CrossRef]
  22. Etxeberria,U.;Arias,N.;Boque,N.;Macarulla,M.T.;Portillo,M.P.;Martinez,J.A.;Milagro,F.I.Reshaping faecal gut microbiota composition by the intake of trans-resveratrol and quercetin in high-fat sucrose diet-fed rats. Nutr. Biochem. 2015, 26, 651–660. [CrossRef]
  23. Anhe,F.F.;Roy,D.;Pilon,G.;Dudonne,S.;Matamoros,S.;Varin,T.V.;Garofalo,C.;Moine,Q.;Desjardins,Y.; Levy, E.; et al. A polyphenol-rich cranberry extract protects from diet-induced obesity, insulin resistance and intestinal inflammation in association with increased Akkermansia population in the gut microbiota of mice. Gut 2015, 64, 872–883. [CrossRef] [PubMed]
  24. Li,Z.;Henning,S.M.;Lee,R.P.;Lu,Q.Y.;Summanen,P.H.;Thames,G.;Corbett,K.;Downes,J.;Tseng,C.H.; Finegold, S.M.; et al. Pomegranate extract induces ellagitannin metabolite formation and changes stool microbiota in healthy volunteers. Food Funct. 2015, 6, 2487–2495. [CrossRef] [PubMed]
  25. Manach,C.;Williamson,G.;Morand,C.;Scalbert,A.;Remesy,C.Bioavailabilityandbioefficacyofpolyphenols in humans. I. Review of 97 bioavailability studies. J. Clin. Nutr. 2005, 81, 230S–242S. [CrossRef] [PubMed]
  26. González-Sarrías,A.;Espin,J.C.;Tomás-Barberán,F.A.Non-extractablepolyphenolsproducegutmicrobiota metabolites thatpersist in circulation and show anti-inflammatory and free radical-scavenging effects. Trends Food Sci. Technol. 2017, 69, 281–288. [CrossRef]
  27. Williams,N.T.Probiotics.J.HealthSyst.Pharm.2010,67,449–458.[CrossRef][PubMed]
  28. Mishra,V.;Shah,C.;Mokashe,N.;Chavan,R.;Yadav,H.;Prajapati,J.Probioticsaspotentialantioxidants:A

systematic review. J. Agric. Food Chem. 2015, 63, 3615–3626. [CrossRef]

  1. Lin, M.Y.; Yen, C.L. Antioxidative ability of lactic acid bacteria. Agric. Food Chem. 1999, 47, 1460–1466.
[CrossRef]
  1. Persichetti,E.;DeMichele,A.;Codini,M.;Traina,G.AntioxidativecapacityofLactobacillusfermentum

LF31 evaluated in vitro by oxygen radical absorbance capacity assay. Nutrition 2014, 30, 936–938. [CrossRef]

  1. West, N.P.; Pyne, D.B.; Cripps, A.W.; Hopkins, W.G.; Eskesen, D.C.; Jairath, A.; Christophersen, C.T.; Conlon, M.A.; Fricker, P.A. Lactobacillus fermentum (PCC(R)) supplementation and gastrointestinal and

respiratory-tract illness symptoms: A randomised control trial in athletes. Nutr. J. 2011, 10, 30. [CrossRef]

  1. Bertuccioli,A.;Rocchi,M.;Morganti,I.;Vici,G.;Gervasi,M.;Amatori,S.;Sisti,D.StreptococcussalivariusK12

in pharyngotonsillitis and acute otitis media—A meta-analysis. Nutrafoods 2019, 2, 80–88. [CrossRef]

  1. West,N.P.;Pyne,D.B.;Peake,J.M.;Cripps,A.W.Probiotics,immunityandexercise:Areview.Immunol.

Rev. 2009, 15, 107–126. [PubMed]

  1. Gleeson,M.;Bishop,N.C.;Oliveira,M.;Tauler,P.Dailyprobiotic’s(LactobacilluscaseiShirota)reductionof

infection incidence in athletes. Int. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2011, 21, 55–64. [CrossRef] [PubMed]

  1. Mack,D.R.;Ahrne,S.;Hyde,L.;Wei,S.;Hollingsworth,M.A.ExtracellularMUC3mucinsecretionfollows adherence of Lactobacillus strains to intestinal epithelial cells in vitro. Gut 2003, 52, 827–833. [CrossRef]
[PubMed]
  1. Lamprecht, M.; Bogner, S.; Schippinger, G.; Steinbauer, K.; Fankhauser, F.; Hallstroem, S.; Schuetz, B.;

Greilberger, J.F. Probiotic supplementation affects markers of intestinal barrier, oxidation, and inflammation in trained men; a randomized, double-blinded, placebo-controlled trial. J. Int. Soc. Sports Nutr. 2012, 9, 45. [CrossRef]

  1. Roberts, J.D.; Suckling, C.A.; Peedle, G.Y.; Murphy, J.A.; Dawkins, T.G.; Roberts, M.G. An Exploratory Investigation of Endotoxin Levels in Novice Long Distance Triathletes, and the Effects of a Multi-Strain Probiotic/Prebiotic, Antioxidant Intervention. Nutrients 2016, 8, 733. [CrossRef]
  2. Jacouton,E.;Mach,N.;Cadiou,J.;Lapaque,N.;Clement,K.;Dore,J.;vanHylckamaVlieg,J.E.;Smokvina,T.; Blottiere, H.M. Lactobacillus rhamnosus CNCMI-4317 Modulates Fiaf/Angptl4 in Intestinal Epithelial Cells and Circulating Level in Mice. PLoS ONE 2015, 10, e0138880. [CrossRef]
  3. Duncan,S.H.;Louis,P.;Flint,H.J.Lactate-utilizingbacteria,isolatedfromhumanfeces,thatproducebutyrate as a major fermentation product. Environ. Microbiol. 2004, 70, 5810–5817. [CrossRef]
  4. Chen,Y.M.;Wei,L.;Chiu,Y.S.;Hsu,Y.J.;Tsai,T.Y.;Wang,M.F.;Huang,C.C.LactobacillusplantarumTWK10 Supplementation Improves Exercise Performance and Increases Muscle Mass in Mice. Nutrients 2016, 8, 205. [CrossRef]
  5. Huang,W.C.;Hsu,Y.J.;Li,H.;Kan,N.W.;Chen,Y.M.;Lin,J.S.;Hsu,T.K.;Tsai,T.Y.;Chiu,Y.S.;Huang,C.C. Effect of Lactobacillus Plantarum TWK10 on Improving Endurance Performance in Humans. J. Physiol. 2018, 61, 163–170. [CrossRef]
  6. Li, S.; Zhao, Y.; Zhang, L.; Zhang, X.; Huang, L.; Li, D.; Niu, C.; Yang, Z.; Wang, Q. Antioxidant activity of Lactobacillus plantarum strains isolated from traditional Chinese fermented foods. Food Chem. 2012, 135, 1914–1919. [CrossRef]
  7. Kaushik, J.K.; Kumar, A.; Duary, R.K.; Mohanty, A.K.; Grover, S.; Batish, V.K. Functional and probiotic attributes of an indigenous isolate of Lactobacillus plantarum. PLoS ONE 2009, 4, e8099. [CrossRef]
  8. Soares,A.D.N.;Wanner,S.P.;Morais,E.S.S.;Hudson,A.S.R.;Martins,F.S.;Cardoso,V.N.Supplementation with Saccharomyces boulardii Increases the Maximal Oxygen Consumption and Maximal Aerobic Speed Attained by Rats Subjected to an Incremental-Speed Exercise. Nutrients 2019, 11, 2352. [CrossRef] [PubMed]
  9. St-Onge, M.P.; Farnworth, E.R.; Savard, T.; Chabot, D.; Mafu, A.; Jones, P.J. Kefir consumption does not alter plasma lipid levels or cholesterol fractional synthesis rates relative to milk in hyperlipidemic men: A randomized controlled trial [ISRCTN10820810]. BMC Complement. Altern. Med. 2002, 2, 1. [CrossRef] [PubMed]
  10. Anderson, L. Handbook of Fermented Functional Foods; CRC Press: Boca Raton, FL, USA, 2003; Volume 5, pp. 101–102.
  11. Huang, C.C.; Hsu, M.C.; Huang, W.C.; Yang, H.R.; Hou, C.C. Triterpenoid-Rich Extract from Antrodia camphorata Improves Physical Fatigue and Exercise Performance in Mice. Based Complement. Altern. Med. 2012, 2012, 364741. [CrossRef] [PubMed]
  12. O’Brien,K.V.;Stewart,L.K.;Forney,L.A.;Aryana,K.J.;Prinyawiwatkul,W.;Boeneke,C.A.Theeffectsof postexercise consumption of a kefir beverage on performance and recovery during intensive endurance training. Dairy Sci. 2015, 98, 7446–7449. [CrossRef]
  13. Lollo,P.C.B.;Morato,P.N.;deMoura,C.S.;deOliveira,M.M.;Cruz,A.G.;JosédeAssis,F.F.;Amaya-Farfan,J.; Cristianini, M. Ultra-high temperature plus dynamic highpressure processing: An effective combinationfor potential probiotic fermented milkprocessing which attenuate exercise-inducedimmune suppression in Wistar rats. Funct. Foods 2015, 14, 541–548. [CrossRef]
  14. Hsu, Y.J.; Huang, W.C.; Lin, J.S.; Chen, Y.M.; Ho, S.T.; Huang, C.C.; Tung, Y.T. Kefir Supplementation Modifies Gut Microbiota Composition, Reduces Physical Fatigue, and Improves Exercise Performance in Mice. Nutrients 2018, 10, 862. [CrossRef]
  15. Grant,M.C.;Baker,J.S.Anoverviewoftheeffectofprobioticsandexerciseonmoodandassociatedhealth conditions. Rev. Food Sci. Nutr. 2017, 57, 3887–3893. [CrossRef]
  16. Bar, K.J.; Markser, V.Z. Sport specificity of mental disorders: The issue of sport psychiatry. Arch. Psychiatry Clin. Neurosci. 2013, 263 (Suppl. 2), S205–S210. [CrossRef]
  17. Bravo,J.A.;Julio-Pieper,M.;Forsythe,P.;Kunze,W.;Dinan,T.G.;Bienenstock,J.;Cryan,J.F.Communication between gastrointestinal bacteria and the nervous system. Opin. Pharmacol. 2012, 12, 667–672. [CrossRef]
  18. Benton,D.;Williams,C.;Brown,A.Impactofconsumingamilkdrinkcontainingaprobioticonmoodand cognition. J. Clin. Nutr. 2007, 61, 355–361. [CrossRef] [PubMed]
  19. Gruenwald, J.; Graubaum, H.J.; Harde, A. Effect of a probiotic multivitamin compound on stress and exhaustion. Ther. 2002, 19, 141–150. [CrossRef] [PubMed]
  20. Messaoudi,M.;Lalonde,R.;Violle,N.;Javelot,H.;Desor,D.;Nejdi,A.;Bisson,J.F.;Rougeot,C.;Pichelin,M.; Cazaubiel, M.; et al. Assessment of psychotropic-like properties of a probiotic formulation (Lactobacillus helveticus R0052 and Bifidobacterium longum R0175) in rats and human subjects. J. Nutr. 2011, 105, 755–764. [CrossRef] [PubMed]
  21. Rao,A.V.;Bested,A.C.;Beaulne,T.M.;Katzman,M.A.;Iorio,C.;Berardi,J.M.;Logan,A.C.Arandomized, double-blind, placebo-controlled pilot study of a probiotic in emotional symptoms of chronic fatigue syndrome. Gut Pathog. 2009, 1, 6. [CrossRef] [PubMed]
  22. Desbonnet,L.;Garrett,L.;Clarke,G.;Bienenstock,J.;Dinan,T.G.TheprobioticBifidobacteriainfantis:An assessment of potential antidepressant properties in the rat. Psychiatr. Res. 2008, 43, 164–174. [CrossRef] [PubMed]
  23. Lyte,M.;Li,W.;Opitz,N.;Gaykema,R.P.;Goehler,L.E.Inductionofanxiety-likebehaviorinmiceduringthe initial stages of infection with the agent of murine colonic hyperplasia Citrobacter rodentium. Behav. 2006, 89, 350–357. [CrossRef] [PubMed]
  24. Goehler, L.E.; Park, S.M.; Opitz, N.; Lyte, M.; Gaykema, R.P. Campylobacter jejuni infection increases anxiety-like behavior in the holeboard: Possible anatomical substrates for viscerosensory modulation of exploratory behavior. Brain Behav. Immun. 2008, 22, 354–366. [CrossRef]
  25. Schultchen,D.;Reichenberger,J.;Mittl,T.;Weh,T.R.M.;Smyth,J.M.;Blechert,J.;Pollatos,O.Bidirectional relationship of stress and affect with physical activity and healthy eating. J. Health Psychol. 2019, 24, 315–333. [CrossRef]
  26. Kanning,M.K.;Ebner-Priemer,U.W.;Schlicht,W.M.HowtoInvestigateWithin-SubjectAssociationsbetween Physical Activity and Momentary Affective States in Everyday Life: A Position Statement Based on a Literature Overview. Psychol. 2013, 4, 187. [CrossRef]
  27. Gostner, J.M.; Becker, K.; Sperner-Unterweger, B.; Überall, F.; Fuchs, D.; Strasser, B. Role of Tryptophan Metabolism in Mood, Behavior, and Cognition. In Targeting the Broadly Pathogenic Kynurenine Pathway; Springer: Cham, Switzerland, 2015; pp. 75–89.

 

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Dott. Antonio Milocco

Biologo nutrizionista, il Dott. Antonio Milocco è focalizzato sulla ricerca nelle scienze dell’alimentazione grazie ad una collaborazione con l’Università di Sassari.

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